تحقیقات گیاهان دارویی و معطر ایران

همکاری با انجمن علمی گیاهان دارویی ایران

شماره جاری

بر اساس شماره‌های نشریه

بر اساس نویسندگان

بر اساس موضوعات

نمایه نویسندگان

نمایه کلیدواژه ها

درباره نشریه

اهداف و چشم انداز

اصول اخلاقی انتشار مقاله

بانک ها و نمایه نامه ها

پیوندهای مفید

پرسش‌های متداول

فرایند پذیرش مقالات

اطلاعات آماری نشریه

اخبار و اعلانات

ارزیابی سینتیکی آسکوربات پراکسیداز در برگ و میوه توت سیاه به روش تحلیل رگرسیونی غیرخطی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 کارشناس ارشد بیوشیمی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

2 دانشیار، علوم و مهندسی کشاورزی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

3 دانشیار، گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

4 استادیار، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

5 کارشناس ارشد شیمی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

چکیده

سابقه و هدف: گیاهان دارای سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی کارآمد برای خنثی کردن سطوح سمی گونه‌های فعال اکسیژن هستند که شامل اجزای مختلف آنزیمی و غیرآنزیمی می‌باشند. آسکوربات پراکسیداز (APX)، یک آنزیم کلیدی در این زمینه است که در کنترل سطوح گونه‌های فعال اکسیژن سمی در بخش‌های مختلف درون سلولی عمل می‌کند. بیان APX در برخی از مراحل رشد و تحت تنش‌های زیستی و غیرزیستی تعدیل می‌شود که نشان‌دهنده اهمیت فعالیت APX در کنترل محتوای H2O2در محفظه‌های درون سلولی است.
مواد و روش‌ها: در این تحقیق، از توت سیاه با نام علمی Morus nigra از گیاهان بومی ایران و متعلق به خانواده Moraceae از هر دو بخش برگ و میوه به‌صورت جداگانه عصاره آنزیمی تهیه شده و به لحاظ سینتیکی در حضور نمک‌های مختلف NaCl، FeCl3، FeSO4، ZnSO4 و Na3N مورد سنجش قرار گرفت. فعالیت آنزیم APX با توجه به میزان اکسایش سوبسترای آسکوربات و در طول موج nm290 و با بهره‌گیری از ضریب خاموشی cm-1mM-182.8 اندازه‌گیری شد. برای تعیین دمای بهینه فعالیت آنزیم، سنجش APX در دمای ºC 80-25 در بافر mM50 Tris-HCL (pH 6-7) با فواصل ºC 5 انجام شد. برای ارزیابی پایداری حرارتی، محلول آنزیم به مدت min 30 در حمام آب از 25 تا ºC80 انکوبه شد و بعد واکنش مخلوط به مدت min10 در دمای اتاق نگهداری گردید. در نهایت فعالیت APX اندازه‌گیری شد. در این تحقیق با هدف تعیین بهترین سطح پاسخ APX به سطوح مختلف تیمارهای مورد مطالعه با توجه به کمی بودن تیمارها از تجزیه رگرسیون غیرخطی استفاده شد.
یافته‌ها: نمودار APX در عصاره برگی توت سیاه دو ایزوآنزیم را در pH حدود 6.5 و 8 (APX-LI, APX-LII) و در عصاره میوه توت سیاه یک ایزوآنزیم (APX-F) در 6.5 pH را نشان می‌دهد. سوبستراهای آسکوربات، پیروگالل و گایاکل افزایش‌دهنده فعالیت پراکسیدازی بوده، هرچند در غلظت‌های بالاتر با مهار سوبسترایی، اثرهای معکوسی در فعالیت پراکسیداز در جهت کاهندگی تنش اکسیداتیو بر عهده دارند. آنالیز رگرسیون غیرخطی APX-F و APX-LII از مدل رشد گومپرتز و فعالیت APX-LI نیز از تابع نمائی افزایشی تک‌فازی تبعیت کرد. نتایج آنالیز رگرسیون غیرخطی اثر کلرید سدیم براساس تابع نمائی مسطح، فاز کاهشی داشته و نشان داد که حساسیت APX-LI در محیط بیشتر از APX-LII است. در اثر سولفات آهن، شیب افزایش فعالیت APX-LII بیشتر از APX-LI است که حکایت از حساسیت بیشتر APX-LII به سولفات آهن دارد. APX-LII در غلظت mM 0.138 کلرید آهن، بیشینه فعالیت را داراست. در حضور سولفات روی، APX-LII بسیار دیرتر از دو آنزیم دیگر به 50 درصد حداکثر فعالیت خود می‌رسد و این به معنی حساسیت کمتر این ایزوآنزیم به حضور سولفات روی در محیط است. شیب کاهش فعالیت APX-LI در حضور نیترید سدیم حکایت از حساسیت بسیار بالای این ایزوآنزیم به سولفات روی در محیط دارد. بیشینه فعالیت APX-F در دمای ºC 35، APX-LI در دمای ºC 30 و در مورد APX-LII دمای ºC 45 بود.
نتیجه‌گیری: غلظت‌های بالای یون‌های فلزی منجر به کاهش حساسیت گیاه در مقابله با تنش‌های اکسیداتیو می‌شود. براساس نتایج این مطالعه بین یونهای روی (سولفات روی)، کلرید آهن، سولفات آهن و کلرید سدیم این نتیجه حاصل شد که کلرید سدیم در غلظت‌های پایین (23-0 میلی‌مولار) تأثیر چندانی در فعالیت پراکسیدازی ندارد اما با افزایش غلظت کلرید سدیم (23-100 میلی‌مولار) ساختار پراکسیدازی دستخوش تغییرات ساختاری شده و با کاهش فعالیت آنزیم به نزدیک صفر در هر سه ایزوآنزیم همراه بوده است. یون روی با اتصال به جایگاه فعال آنزیم نقش مهارکننده پراکسیدازی و تغییرات ساختاری منفی در جهت عدم پذیرش و کاتالیز سوبسترای پراکسیدازی را ایفا می‌کند. آنالیز رگرسیون غیرخطی فعالیت هر سه آنزیم APX-LI، APX-LII و APX-F در سطوح غلظتی مختلف دما با تبعیت از یک تابع دو تکه‌ای نشان داد که شیب افزایش فعالیت آنزیم در بخش اول مدل APX-LI بیشتر از APX-LII و APX-F بود و این حکایت از حساسیت بیشتر این ایزوآنزیم به دمای محیط در توت سیاه دارد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

مراجع
- Afzal, S., Abdul Manap, A.S., Attiq, A., Albokhadaim, I., Kandeel, M. and Alhojaily, S.M., 2023. From imbalance to impairment: The central role of reactive oxygen species in oxidative stress-induced disorders and therapeutic exploration. Frontiers in Pharmacology, 14: 1269581. https://doi.org/10.3389/fphar.2023.1269581
- Birben, E., Sahiner, U.M., Sackesen, C., Erzurum, S. and Kalayci, O., 2012. Oxidative stress and antioxidant defense. The World Allergy Organization Journal, 5(1): 9-19. https://doi.org/10.1097/WOX.0b013e3182439613
- Bradford, M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72: 248-254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
- Costa, A., Drago, I., Behera, S., Zottini, M., Pizzo, P., Schroeder, J.I., Pozzan, T. and Lo Schiavo, F., 2010. H2O2 in plant peroxisomes: an in vivo analysis uncovers a Ca(2+)-dependent scavenging system. The Plant Journal: for cell and molecular biology, 62(5): 760-772. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2010.04190.x
- Corpas, F.J., González-Gordo, S. and Palma, J.M., 2024. Ascorbate peroxidase in fruits and modulation of its activity by reactive species. Journal of Experimental Botany, 75(9): 2716-2732. https://doi.org/10.1093/jxb/erae092
- Dhanyalakshmi, K.H. and Nataraja, K.N., 2018. Mulberry (Morus spp.) has the features to treat as a potential perennial model system. Plant Signaling & Behavior, 13(8): 1491267. https://doi.org/10.1080/15592324.2018.1491267
- Elavarthi, S. and Martin, B., 2010. Spectrophotometric assays for antioxidant enzymes in plants. Methods in Molecular Biology, 639: 273-281. https://doi.org/10.1007/978-1-60761-702-0_16
- Erichsen, A., Larsen, D. and Beeren, S.R., 2021. Chaotropic and kosmotropic anions regulate the outcome of enzyme-mediated dynamic combinatorial libraries of cyclodextrins in two different ways. Frontiers in Chemistry, 9: 721942. https://doi.org/10.3389/fchem.2021.721942
- Foyer, C.H. and Kunert, K., 2024. The ascorbate-glutathione cycle coming of age. Journal of Experimental Botany, 75(9): 2682-2699. https://doi.org/10.1093/jxb/erae023
- Gohara, D.W. and Di Cera, E., 2016. Molecular mechanisms of enzyme activation by monovalent cations. The Journal of Biological Chemistry, 291(40): 20840-20848. https://doi.org/10.1074/jbc.R116.737833
- Hadizadeh Shirazi, N., Homayoun Keihan, A. and Sajjadi, S., 2017. Evaluation of oxidative activity of horseradish peroxidase in thepresence of zinc ion; spectroscopic and molecular docking study. New Cellular and Molecular Biotechnology Journal, 7(27): 47-54. https://doi.org/20.1001.1.22285458.1396.7.27.4.6
- Hasanuzzaman, M. and Fujita, M., 2023. Plant responses and tolerance to salt stress: Physiological and molecular interventions. International Journal of Molecular Sciences, 24(21): 15740. https://doi.org/10.3390/ijms242115740
- Hasanuzzaman, M., Bhuyan, M.H.M.B., Zulfiqar, F., Raza, A., Mohsin, S.M., Mahmud, J.A., Fujita, M. and Fotopoulos, V., 2020. Reactive oxygen species and antioxidant defense in plants under abiotic stress: Revisiting the crucial role of a universal defense regulator. Antioxidants (Basel, Switzerland), 9(8): 681. https://doi.org/10.3390/antiox9080681
- Hong, S.H., Tripathi, B.N. and Chung, M.S., 2018. Functional switching of ascorbate peroxidase 2 of rice (OsAPX2) between peroxidase and molecular chaperone. Scientific Reports, 8: 9171. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27459-1
- Khaliliaqdam, N. and Talebzade, S.J., 2022. Prediction of rate of leaf appearance, leaf area index and growth stages in corn and sunflower plants. Journal of Crop Production, 15(1): 205-228. https://doi.org/10.22069/ejcp.2022.19114.2426
- Khaliliaqdam, N., Saeidian, S. and Bashirpor, S., 2024. Evaluation of the enzymatic and non-enzymatic antioxidant defense system of artichoke root extract against cadmium. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 40(2): 207-224. doi: 10.22092/ijmapr.2023.362560.3331
Kumar, P., 2022. Measurement of ascorbate peroxidase activity in sorghum. Bio-protocol journal, 12(20): e4531. https://doi.org/10.21769/BioProtoc.4531
- Li, Y., Zhang, J., Zhang, J., Hao, L., Hua, J., Duan, L., Zhang, M. and Li, Z., 2013. Expression of an arabidopsis molybdenum cofactor sulphurase gene in soybean enhances drought tolerance and increases yield under field conditions. Plant Biotechnology Journal, 11: 747-758. https://doi.org/10.1111/pbi.12066
- Merati, M.J., Niknam, V., Hassanpour, H. and Mirmasoumi, M., 2014. Comparative effects of salt stress on growth andantioxidative responses in different organs of pennyroyal (Mentha pulegium L.). Journal of Plant Research, 28(5): 1097-1107. https://doi.org/20.1001.1.23832592.1394.28.5.17.0
- Mohseni, Z., Moradian, F. and Rahdari, P., 2020. The study of activity of antioxidant enzymes, guaiacol peroxidase and ascorbate peroxidase and the amount of Na, K and pigment content in Spinach oleracea L. under NaCl salinity stress. Journal of Plant Research, 32(4): 698-712. https://doi.org/20.1001.1.23832592.1398.32.4.11.0
- Mahmoudi, A., Nazari, K., Mohammadian, N. and Moosavi-Movahedi, A.A., 2003. Effect of Mn2+, Co2+, Ni2+, and Cu2+ on horseradish peroxidase: activation, inhibition, and denaturation studies. Applied Biochemistry and Biotechnology, 104(1): 81-94. https://doi.org/10.1385/abab:104:1:81
- Nakano, Y. and Kozi, A., 1987. Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; Its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate radical. Plant and Cell Physiology, 28: 131-140. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a077268
- Poulos, T.L., 2014. Heme enzyme structure and function. Chemical Reviews, 114(7): 3919-3962. https://doi.org/10.1021/cr400415k
- Rahmani, A., Seighali, N. and Ebrahimzadeh, H., 2013. A study on peroxidase activity alterations in corms of saffron (Crucus sativus L.) exposed to different H2O2 concentrations and pH measurement during dormancy and waking. New Cellular and Molecular Biotechnology Journal, 3(10): 79-84. http://dorl.net/dor/20.1001.1.22285458.1392.3.10.10.0
- Shareghi, B. and Kazemi Nafchi, M., 2018. Kinetics studies of peroxidase enzyme in the presence of ferric oxide and copper oxide at different temperatures. Experimental Animal Biology, 6(4): 23-33. https://dor.isc.ac/dor/20.1001.1.23222387.1397.6.4.2.4
- Torabi, S., Niknam, V., Ebrahimzadeh, H. and Sharifi, G., 2018. Comparative study of biochemical responses of different saffron (Crocus sativus) accessions to salt stress and alleviative effects of salicylic acid. Journal of Plant Research, 29(4): 728-740. https://dor.isc.ac/dor/20.1001.1.23832592.1395.29.4.4.2
- Xu, J., Duan, X., Yang, J., Beeching, J.R. and Zhang, P., 2013. Enhanced reactive oxygen species scavenging by overproduction of superoxide dismutase and catalase delays postharvest physiological deterioration of cassava storage roots. Plant Physiology, 161(3): 1517-1528. https://doi.org/10.1104/pp.112.212803
- Zandi, P. and Schnug, E., 2022. Reactive oxygen species, antioxidant responses and implications from a microbial modulation perspective. Biology, 11(2): 155. https://doi.org/10.3390/biology11020155
تحقیقات گیاهان دارویی و معطر ایران
دوره 42، شماره 1 - شماره پیاپی 127
خرداد 1405
صفحه 15-39
فایل ها
هم رسانی
ارجاع به این مقاله
آمار