تأثیر مواد بافری و آنتی‌اکسیدانی بر شاخص رشد و خصوصیات بیوشیمیایی ریشه‌های مویین زرین گیاه (Dracocephalum kotschyi Boiss.)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

2 دانشیار، گروه علوم باغبانی، پژوهشکده زیست‌فناوری، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

3 دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

چکیده

شناسه دیجیتال (DOR):
98.1000/1735-0905.1398.35.977.98.6.1578.41

اسید رزمارینیک به‌عنوان یکی از مهمترین پلی‌فنل‌ها شناخته شده است که یک استر از کافئیک اسید و 3 و4- دی هیدروکسی فنیل لاکتیک اسید می‌باشد و به‌عنوان آنتی‌اکسیدان از طریق تأثیر به‌وسیله ترکیب ضدسرطانی دوکسوروبیسین، القای آسیب به DNA را به‌طور معنی‌داری کاهش می‌دهد. ریشه‌های مویین زرین گیاه حاوی اسید رزمارینیک است که دارای خواص بیولوژیکی و ضدسرطانی می‌باشد. اما به‌دلیل تولید بالای ترکیب‌های فنلی در محیط کشت مایع، ریشه‌های مویین با مشکل قهوه‌ای شدن و مرگ بافت‌ها مواجه می‌شوند. در این تحقیق تأثیر ترکیب‌های آنتی‌اکسیدانی بر رشد ریشه‌های مویین زرین گیاه و جلوگیری از قهوه‌ای شدن آنها مطالعه شده است. ریشه‌های مویین از تلقیح کوتیلدون‌های دو هفته‌ای درون شیشه‌ای زرین گیاه توسط آگروباکتریوم رایزوژنز سویه 15834 القاء شدند. تأیید تراریختی ریشه‌های مویین توسط PCR با استفاده از آغازگر‌های اختصاصی ژن rolB انجام گردید. به‌منظور بهینه‌سازی رشد و جلوگیری از قهوه‌ای شدن ریشه‌ها در محیط کشت پایه ½MS مایع از مواد ضد‌اکسایشی مختلف شامل اسید آسکوربیک (g/L0.1 و 0.05)، MES بافر (g/L5.33 و 2.66)، زغال فعال (g/L3 و 1.5) و پلی‌وینیل پیرولیدون (PVP) (g/L1.5و 0.5) هر یک در دو غلظت متفاوت استفاده شد. برای بررسی کیفی ریشه‌های مویین تولیدی تحت تأثیر بافر‌های مختلف، خواص فیتوشیمیایی نمونه‌ها (فنل و فلاونوئید کل، فعالیت آنتی‌اکسیدانی و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی) توسط دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. پس از 21 روز بهترین محیط کشت برای افزایش زیست‌توده (g1.64) و جلوگیری از قهوه‌ای شدن ریشه‌های مویین، محیط کشت ½MS حاوی g/L5/1 زغال فعال بود. پس از زغال فعال بیشترین میزان زیست‌توده (g1.36) در دو غلظت PVP و بیشترین میزان قهوه‌ای شدن و کاهش رشد در نمونه‌های شاهد مشاهده گردید. حداکثر و حداقل میزان فنل و فلاونوئید کل به‌ترتیب در نمونه‌های شاهد و تیمار زغال فعال g/L1.5 مشاهده گردید. بیشترین و کمترین میزان فعالیت آنتی‌اکسیدانی و محتوای آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی به‌ترتیب مربوط به زغال فعال g/L1.5 و نمونه‌های شاهد بود. کنترل pH محیط کشت و همچنین مهار آنزیم PAL از طریق استفاده از مواد ضد اکسایشی مانند زغال فعال و PVP، توان قابل توجهی را برای کاهش بیوسنتز ترکیب‌های فنلی و جلوگیری از قهوه‌ای شدن ایجاد می‌کند.

کلیدواژه‌ها


- Al-Khayri, J.M., Jain, S.M. and Johnson, D., 2017. Date Palm Biotechnology Protocols: Volume I: Tissue Culture Applications (Methods in Molecular Biology). Humana Press, 346p.

- Bergmeyer, H.U., 1974. Methods of Enzymatic Analysis. Verlag chemie, Weinheim, New York, 682p.

- Chiou, A., Karathanos, V.T., Mylona, A., Salta, F.N., Preventi, F. and Andrikopoulos, N.K., 2007. Currants (Vitisvinifera L.) content of simple phenolics and antioxidant activity. Food Chemistry, 102(2): 516-522.

- Daneshmand, F., 2014. The effect of ascorbic acid on reducing oxidative stress from salinity in potato. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 27(3): 417-426.

- Dennis, T.T., 2008. The role of activated charcoal in plant tissue culture. Biotechnology Advances,
26: 618-631.

- Ebrahimi, R., Jafari, M., Ghadimzade, M. and Abdollahi Mandolkani, B., 2015. Optimization of induction and culture conditions of transgenic muine roots in medicinal plant of Scrophularia deserti. Journal of Agricultural Biotechnology, 7(4): 1-20.

- Fattahi, M., Bonfill, M., Fattahi, B., Claveria, L.T., Sefidkon, F., Cosid, R.M. and Palazon, J., 2016. Secondary metabolites profiling of Dracocephalum kotschyi Boiss at three phenological stages using uni- and multivariate methods. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 3(4): 177-185.

- George, E.F., Hall, M.A. and De Klerk, G.J., 2008. Plant Propagation by Tissue Culture. Springer-Verlag, New York, LLC, 501p.

- Hajimahdipour, H., Khanavi, M., SHekarchi, M., Abedi, Z. and Pirali Hamedani, M., 2009. Study the best method of extraction of phenolic compounds in Echinacea purpurea. Journal of Medicinal Plants, 4(8): 145-152.

- Khan, S., Irfan, Q.M., Kamaluddin, A.T. and Abdin, M.Z., 2007. Protocol for isolation of genomic DNA from dry and fresh roots of medicinal plants suitable for RAPD and restriction digestion. African Journal of Biotechnology, 6: 175-178.

- Krishna, H., Sairam, R.K., Singh, S.K., Patel, V.B., Sharma, R.R., Grover, M., Nain, L. and Sachdev, A., 2008. Mango explant browning: effect of ontogenic age, mycorrhization and pre-treatments. Scientia Horticulturae, 118(2): 132-138.

- Lonoce, C., Salem, R., Marusic, C., Jutras, P.V., Scaloni, A., Salzano, A.M., Lucretti, S., Steinkellner, H., Benvenuto, E. and Donini, M., 2016. Production of a tumour-targeting antibody with a human compatible glycosylation profile in N. benthamiana hairy root cultures. Biotechnology Journal, 11(9): 1209-1220.

- Maxwell, A., Jones, P. and Saxena, P.K., 2013. Inhibition of phenylpropanoid biosynthesis in Artemisia annua L.: a novel approach to reduce oxidative browning in plant tissue culture. PLoS One, 8: 10.e76802.

- Morgan, J.A., Barney, C.S., Penn, A.H. and Shanks, J.V., 2000. Effects of buffered media upon growth and alkaloid production of Catharanthus roseus hairy roots. Applied Microbiology and Biotechnology, 53: 262-265.

- Nakano, Y. and Asada, K., 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22(5): 867-880.

- Nguyen, T.B.T., Ketsa, S. and Doorn, W.G.V., 2003. Relationship between browning and the activities of polyphenol oxidase and phenylalanine ammonia lyase in banana peel during low temperature storage. Postharvest Biology and Technology, 30(2): 187-193.

- Pezeshki, S. and Petersen, M., 2018. Rosmarinic acid and related metabolites: 25-60. In: Schwab, W., Lange, B.M. and Wüst, M., (Eds.). Biotechnology of Natural Products. Springer, 316p.

- Ramage, C.M. and Williams, R.R., 2002. Inorganic nitrogen requirements during shoot organogenesis in tobacco leaf discs. Journal of Experimental Botany, 53: 1437-1443.

- Shin, Y., Liu, R.H., Nock, J.F., Holliday, D. and Watkins, C.B., 2007. Temperature and relative humidity effects on quality, total ascorbic acid, phenolics and flavonoid concentrations, and antioxidant activity of strawberry. Postharvest Biology and Technology, 45: 349-357.

- Shirazi, Z., Alami, A., Tohidfar, M. and Sohani, M.M., 2018. Metabolic engineering of glycyrrhizin pathway by over‑expression of beta‑amyrin 11‑oxidase in transgenic roots of Glycyrrhiza glabra. Molecular Biotechnology, 60(6): 412-419.

- Slinkard, K. and Singleton, V.L., 1977. Total phenol analysis: automation and comparison with manual methods. American Journal of Enology and Viticulture, 28(1): 49-55.

- Soleimani, T., Keihanfar, M., Piri, Kh. and Hasanlu, T., 2012. Hairy root induction in burdock (Arctium lappa L.). Journal of Medicinal Plants, 4(44): 176-184.

- Sudhakar, C., Lakshmi, A. and Giridarakumar, S., 2001. Changes in the antioxidant enzyme efficacy in two high yielding genotypes of mulberry (Morus alba L.) under NaCl salinity. Plant Science, 161(3): 613-619.

- Yusefi, Z., Majd, A., Kolahi, M. and Jonubi, P., 2015. Effect of ascorbic acid on callus induction and exudation of phenolic compounds on in vitro culture of Saccharum officinanum L. varieties cp48-103. Second National Conference on Cellular and Molecular Genetics, Parand city, 10-11 November: 3.

- Zhang, J., Liu, H., Sun, Y., Wang, X., Wu, J. and Xue, Y., 2005. Responses of the antioxidant defenses of the Goldfish Carassius auratus, exposed to 2, 4-dichlorophenol. Environmental Toxicology and Pharmacology, 19(1): 185-190.