تأثیر متیل‌جاسمونات و سالیسیلیک اسید بر تولید بتولین و بتولینیک اسید در کشت سوسپانسیون سلولی توس (Betula pendula Roth.)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکترا، گروه جنگل‌شناسی و اکولوژی جنگل، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، ایران

2 استادیار، گروه جنگل‌شناسی و اکولوژی جنگل، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، ایران

3 دانشیار، گروه بیوتکنولوژی کشاورزی، مؤسسه تحقیقات پنبه کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران

4 استادیار، گروه علوم پایه، دانشگاه مازندران، بابلسر، ایران

چکیده

این پژوهش با هدف افزایش تولید بتولین و بتولینیک اسید با استفاده از کشت سوسپانسیون سلولی گیاه توس (Betula pendula Roth.) و محرک‌های متیل‌جاسمونات و سالیسیلیک اسید انجام شد. در این تحقیق ابتدا رشد سلولی طی دوره 16 روزه بررسی شد. سپس دو محرک متیل‌جاسمونات (در غلظت‌های 0، 50،100،150 و 200 میکرومولار) و سالیسیلیک اسید (در غلظت‌های 0،‌ 100، 200، 300 و 400 میکرومولار) به‌طور جداگانه به محیط کشت‌های 8 روزه اضافه شدند و سلول‌ها 1، 2، 3، 5 و 7 روز پس از اعمال تیمارها برداشت شدند. وزن تر، خشک و درصد زنده‌مانی سلول‌ها بررسی شد و میزان بتولین و بتولینیک اسید با استفاده از دستگاه HPLC ارزیابی شد. نتایج بدست آمده افزایش معنی‌دار غلظت‌های مختلف سالیسیلیک اسید و متیل‌جاسمونات را بر میزان ماده مؤثره، وزن تر و خشک سلول‌ها نشان داد. به‌طوری که حداکثر میزان بتولین (5/2 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک) تحت تأثیر غلظت 100 میکرومولار سالیسیلیک، دو روز پس از اعمال تیمار مشاهده شد که 4 برابر نسبت به شاهد افزایش نشان داد. همچنین در میزان بتولینیک اسید، یک روز پس از اعمال تیمار 200 میکرومولار سالیسیلیک اسید افزایش 5/4 برابری نسبت به شاهد، حدود 5 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک مشاهده شد. بیشترین محتوی بتولین تحت تأثیر متیل‌جاسمونات در غلظت 50 میکرومولار، هفت روز پس از اعمال این غلظت، به میزان 3/2 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک بدست آمد. همچنین حداکثر سطح بتولینیک اسید در غلظت 100 میکرومولار متیل‌جاسمونات، دو روز پس از اعمال این غلظت به میزان 3 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک مشاهده شد. در مجموع تأثیر تیمار سالیسیلیک اسید بر تولید بتولین و بتولینیک اسید به‌طور معنی داری بیشتر از تیمار متیل‌جاسمونات بود.

کلیدواژه‌ها


- Ali, M.B., Hahn, E.J. and Paek, K.Y., 2007. Methyl jasmonate and salicylic acid induced oxidative stress and accumulation of phenolics in Panax ginseng bioreactor root suspension cultures. Molecules, 12: 607-621.

- Fan, G.Z., Li, X.C., Wang, X.D. and Zhan, Y.G., 2010. Chitosan activates defense responses and triterpenoid production in cell suspension cultures of Betula platyphylla Suk. African Journal of Biotechnology, 9(19): 2816-2820.

- Fan, G., Zhai, Q., Li, X. and Zhan, Y., 2013. Compound of Betula platyphylla cell suspension cultures in response to fungal elicitor. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 27(1): 3569-3572.

- I.U.C.N., 2001. IUCN Red List Categories and Criteria. IUCN, Gland, Switzerland.

- Liu, J., Fu, M.L. and Chen, Q.H., 2011. Biotransformation optimization of betulin into betulinic acid production catalysed by cultured Armillaria luteo-virens Sacc ZJUQH100-6 cells. Journal of Applied Microbiology, 110:90-97.

- Mehrabani, B., Nazeri, S. and Piri, K., 2012. Evaluation of total produced phenol in ChaeiKoohi (Stachys lavandulifolia Vahi) callus culture and possibility of its enhancement using Elicitors. Journal of Agricultural Biotechnology, 4(2): 77-88.

- Mehri Rad, N., 2014. Possibility to Increase Betulin Extract of betula litwinowii Callus in vitro Condition. M.Sc Thesis, Faculty of Forest Sciences, Gorgan University of Agriculture Science and Natural Resources, Iran, 74p.

- Mirjalili, N. and Linden, J.C., 1995. Gas phase composition effects on suspension cultures of Taxus cuspidate. Biotechnology and Bioengineering, 48: 123-132.

- Namadeo, A.G., 2007. Plant cell Elicitation for production of secondary metabolites-A review. Pharmacogenocy Review, 1: 154-160.

- Nazari, J., 2012. Optimization of culture medium and sterilization treatments for Betula litwinowii micropropagatin. M.Sc Thesis, Faculty of Forest Sciences, Gorgan University of Agriculture Science and Natural Resources, Iran, 67p.

- Neumann, K.H., Kumar, A. and Imani, J., 2009. Plant Cell and Tissue Culture: A Tool in Biotechnology. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 333p.

- Payamnoor, V., Jafari Hajati, R. and Nazari, J., 2015. Callogenesis of two species of birch (B. pendula and B. litwinowii) using the bark explant and evaluation of inducted Betulin. Research Project of Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Iran, 21p.

- Sato, F., Hashimoto, T. and Hachiya, A., 2001. Metabolic engineering of plant alkaloid biosynthesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 98: 367-372.

- Shabani, L. and Ehsanpour, A.A., 2009. Induction of antioxidant enzymes, phenolic and flavonoid compounds in in vitro culture of licorice (Glycyrrhiza glabra L.) using methyl jasmonate and salicylic acid. Iranian Journal of Plant Biology, 21(3): 421-432.

- Smith, P.F., Oundele, A., Forrest, A., Wilton, J., Salzwedel, K., Doto, J., Allaway, G.P. and Martin, D.E., 2007. Phase I and II study of the safety, virologic effect, and pharmacokinetics/pharmacodynamics of single-dose 3-O-(3′,3′-dimethylsuccinyl) betulinic acid (bevirimat) against human immunodeficiency virus infection. Antimicrob Agents Chemother, 51: 3574-3581.

- Wang, J.W., Xia, Z.H., Chu, J.H. and Tan, R.X., 2004. Simultaneous production of anthocyanin and triterpenoids in suspension cultures of Perilla frutescens. Enzyme and Microbial Technology, 34: 651-656.

- Yin, J., Ma, H., Gong, Y., Xiao, J., Jiang, L., Zhan, Y., Li. C., Ren, C. and Yang, Y., 2013. Effect of MeJA and light on the accumulation of betulinand oleanolic acid in the saplings of white birch (Betula platyphylla Suk). American Journal of Plant Sciences, 4: 7-15.

- Yin, J., Li, C.X., Hong-Ran Sun, H.R.,Wang, Z.H., Xiao, J.L., Ya-Guang Zhan, Y.G. and Zhang, M.Y., 2014. The Physiological characteristics, expression of oxidosqualenecyclase genes and accumulation of triterpenoids in white birch (Betula platyphylla Suk) saplings by SA and MeJa treatment. Journal of Plant Biochemistry & Physiology, 2: 2-6.

- Yoon, H.J., Kim, H.K., Ma, C.J. and Huh, H., 2000. Induced accumulation of triterpenoids in Scutellaria baicalensis suspension cultures using a yeast elicitor. Biotechnology Letters, 22: 1071-1075.

- Yu, L.J., Lan, W.Z., Qin, W.M. and Xu, H.B., 2001. Effects of salicylic acid on fungal-elicitor induced membrane-lipid peroxidation and taxol production in cell suspension cultures of Taxus chinensis. Process Biochemistry, 37: 477-482.

- Zhao, G., Yan, W.D. and Cao, D., 2007. Simultaneous determination of betulin and betulinic acid in white birch bark using RP-HPLC. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 43: 959-962.