همکاری با انجمن علمی گیاهان دارویی ایران

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد، گروه بیوتکنولوژی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه بوعلی سینا، همدان

2 دانشیار، گروه بیوتکنولوژی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه بوعلی سینا، همدان

چکیده

گیاه خرفه (Portulaca oleracea L.) به علت داشتن متابولیت‌های ثانویه با ارزشی همانند نورآدرنالین، دوپامین و امگا-3 اهمیت دارویی فراوانی دارد و به‌عنوان ضدسرطان، آنتی‌اکسیدان و تصفیه‌کننده خون کاربرد دارد. کالوس‌های ایجاد شده از ریشه‌های موئین گیاهان دارویی را می‌توان برای افزایش تولید متابولیت‌های ثانویه، کشت سوسپانسیون سلولی، کشت پروتوپلاست، القاء کالوس‌های جنین‌زا و انتقال ژن مورد استفاده قرار داد. هدف از این آزمایش بررسی غلظت‌های مختلف هورمونی بر روی ریشه‌های موئین تراریخت گیاه خرفه برای تولید کالوس به‌عنوان یکی از منابع مهم تولید متابولیت‌های ثانویه بود. ریشه‌های موئین در این گیاه توسط اگروباکتریوم ریزوژنز استرین 15834 ایجاد گردید. به‌منظور تولید کالوس، ریشه‌ها به محیط MS همراه با g/L30 ساکارز و g/L8 آگار که حاوی غلظت‌های هورمونی مختلف BA و 2,4-D بودند، منتقل گردیدند. غلظت‌های مختلف بکار رفته برای هورمون‌های BA و 2,4-D، هر دو در سه سطح 0، 5/0 و 1 میلی‌گرم بر لیتر و در سه تکرار انجام شد. نتایج بدست آمده از تیمارهای مورد استفاده نشان داد که هورمون‌های BA و 2,4-D به تنهایی و همچنین تیمار بدون هورمون (شاهد) هیچ‌گونه تشکیل کالوسی را نشان ندادند. تیمارهای دارای نسبت‌های مختلف از هورمون‌های BA و 2,4-D، به درجات متفاوت باعث ایجاد کالوس در ریشه‌های موئین گردیدند. در میان تیمارهای بکار برده شده، تیمار حاوی دو هورمون BA و 2,4-D هر یک در غلظت mg/L1، بهترین تیمار از نظر تولید کالوس (وزن متوسط و زمان تولید) بود.

کلیدواژه‌ها

- ایزدی، ن.، مشایخی، ک.، جمنی، ا. و کامکار، ب.، 1390. بررسی اندام‌زایی و کالوس‌زایی فلس گل سوسن (Lilium longiflorum) در شرایط درون شیشه‌ای. پزوهش‌های تولید گیاهی، 18(1): 32-119.
- فارسی، م. و ذوالعلی، ج.، 1382. اصول بیوتکنولوژی گیاهی (ترجمه). انتشارات دانشگاه مشهد، مشهد، 508 صفحه.
 - Aberoumand, A., 2009. Nutritional evaluation of edible Portulaca oleracia as plant food. Food Analytical Methods, 2(3): 204-207.
- Alagumanian, S., Perumal, V.S., Balachandar, R., Rameshkannan, K. and Rao, M.V., 2004. Plant regeneration from leaf and stem explants of Solanum trilobatum L. Current Science, 86(4): 1478-1480.
- Ayala-Silva, T., Beyl, C.A. and Dortch, G., 2007. Agrobacterium rhizogenea mediated transformation of Asimina triloba L. cuttings. Pakistan Journal of Biological Sciences, 10(1): 132-136.
- Cai, D., Kleine, M., Kifle, S., Horloff, H.J., Sandal, N.N., Marcker, K.A., Lankhorst, R.M.K., Salentijn, E.M.J., Lange, W., Stiekema, W.J., Wyss, V., Grundler, F.M.W. and Jung, C., 1997. Positional cloning of a gene for nematode resistance in sugar beet. Science, 275(5301): 832-834.
- Chilton, M.D., Tepfer, D.A., Petit, A., David, C., Casse-Delbart, F. and Tempe, J., 1982. Agrobacterium rhizogenes inserts T-DNA into the genomes of the host plant root cells. Nature, 295(5848): 432-434.
- Dhakulkar, S., Ganapathi, T.R., Bhargava, S. and Bapat, V.A., 2005. Induction of hairy roots in Gmelina arborea Roxb. and production of verbascoside in hairy roots. Plant Science, 169(5): 812-818.
- Frame, B.R., Zhang, H., Cocciolone, S.M., Sidorenko, L.V., Dietrich, C.R., Pegg, S.E., Zehen, S., Schnable, P.S. and Wang, K., 2000. Production of transgenic maize from bombarded type II callus: effect of gold particle size and callus morphology on transformation efficiency. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 36: 21-29.
- Kalyan, K.D., 1997. An Introduction to Plant Tissue Culture. New Central Book Agency, 201p.
- Kamada, H., Okamura, N., Satake, M., Harada, H. and Shimomura, K., 1986. Alkaloid production by hairy root culture in Atropa belladonna. Plant Cell Report, 5(4): 239-242.
- Kumar, S. and Kanwar, J.K., 2007. Plant regeneration from cell suspension in Gerbera jamesonii Bolus. Journal of Fruit and Ornamental Plant Research, 15: 157-166.
- Mano, H., Nabeshima, S., Matsui, C. and Ohkawa, H., 1986. Production of tropane alkaloids by hairy root cultures of Scopolia japonica. Agricultural and biological chemistry, 50(11): 2715-2722.
- Ramgareeb, S., Waft, M.P. and Coohe, A.J., 2001. Micropropagation of Cynodon dactylon from leaf and nodal segments. South African Journal of Botany, 67(2): 250-257.
- Rhodes, M.J.C., Robins, R.J., Hamill, J.D., Parr, A.J., Hilton, M.H. and Walton, N.J., 1990. Properties of transformed root culture: 201-225. In: Charlwood, B.V., Rhodes, M.J.C., (Eds.). Secondary Product from Plant Tissue Culture (Proceedings of the Phytochemical Society of Europe). Clarendon Press, Oxford, 304p.
- Safdari, Y. and Kazemitabar, S.K., 2009. Plant tissue culture study on two different races of purslane (Portulaca oleracea L.). African Journal of Biotechnology, 8(21): 5906-5912.
- Safdari, Y. and Kazemitabar, S.K., 2010. Direct shoot regeneration, callus induction and plant regeneration from callus tissue in Mose Rose (Portulaca grandiflora L.). Plants Omics Journal, 3(2): 47-51.
- Sharry, S. and Saliva, J.A.T., 2006. Effective organogenesis, somatic embryogenesis and salt tolerance induction in vitro in the Persian lilac tree (Melia azedarach L.). Floricultur, Ornamental Plant Biotechnology, 11: 317-324.
- Simopoulos, A.P., 1991. Omega-3 fatty acids in health and disease and in growth and development. The American Society for Clinical Nutrition, 54(3): 438-463.
- Wang, H.Y., Huang, Q.C., Qin, G.Y. and Huo, Y.P., 2006. Tissue culture and plantlet regeneration from Portulaca oleracea L. Journal of Henan Agricultural Sciences, 87: 203-225
- Zhang, J.Y., Chen, X.G., Hu, Z.D. and Ma, X., 2002. Quantification of noradrenalin and dopamine in Portulaca oleracea L. by capillary electrophoresis with laser-induced fluorescence detection. Analytica Chimica Acta, 471(2): 203-209.